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通过INFOGEST模型来模拟消化以及多糖结构的变化。从图1来看，唾液和酶不影响甘露半乳聚糖等的结构，但是经胃消化后分子量开始降低，并随着时间的推移开始表现出轻微的差异。同时，Ta-FUC在肠液中的保留时间比在胃液中的保留时间短，表明这些变化可能与溶液中容易形成多糖团聚体有关。其次，唾液以及肠液中的Ta-FUC多以随机线团的形式存在，而胃液中的Ta-FUC采用了更灵活的线圈构象，链的卷曲和弯曲程度更高（图2）。

聚合体的破坏和多糖链中化学键的断裂都会导致CR（还原性糖）的增加。从表1可以看出，CR值在唾液消化期间保持稳定，在胃消化和肠消化开始阶段略有上升。唾液消化过程中游离单糖含量无明显变化。在这一过程中，没有释放游离灶，说明FUC的主要结构保持完整。结合消化过程中游离单糖含量和CR的结果，笔者发现分子量的变化是由聚集物和链构象的破坏引起的，而不是糖苷键的断裂。

图1 FUC的分子量色谱图(A)模拟唾液消化，(B)模拟胃消化，(C)模拟小肠消化。

表1. 模拟唾液、胃和小肠消化后岩藻糖苷还原糖(CR)的含量

图2. 模拟消化过程中Ta-FUC的链构象

2.1发酵后Ta-FUC特性的变化及肠道菌群组成

在体外发酵过程中，总碳水化合物、游离单糖以及分子量均为0-24 h显著下降，48 h后逐步上升。这些结果表明，菌群在24 h内主要集中在增殖，然后开始分解和利用多糖。

16s结果表明样本量合理，物种丰度和多样性较高。发酵48 h后，FUC处理组的群落丰富度和多样性均高于对照组和模型组，这个结果与化学成分分析一致。通过组间PCA以及热图分析可知，各组间物种丰度相近，且多样性差异在OTU水平上。发酵后，各组的优势菌均为拟杆菌门、厚壁菌门和变形菌门。在肠道生态系统中，当基因组中的多糖利用位点被激活时，一些拟杆菌可以促进自身多糖降解酶的分泌，从而切断特定的糖苷键，降解多种多糖（图3）。此外，在发酵后的FUC存在下，健康小鼠和高脂血症小鼠肠道菌群中变形菌门的比例均大幅下降。这些结果表明，FUC可以通过调节肠道菌群的组成和结构来促进肠道健康，预防疾病。

图3. (A) OTU级别的主成分分析。(B) OTU级别的非度量多维尺度。(C)门水平的相对丰度。(D)属水平的肠道微生物组成。

2.2Ta-FUC体外消化对SCFAs的影响

SCFAs浓度被认为是微生物活动的重要指标，主要受饮食习惯和宿主肠道共生菌群结构的影响。体外发酵后SCFAs结果表明，FUC可以促进健康小鼠和高脂血症小鼠肠道菌群的代谢和发酵。（表4）

表4. 不同发酵时间点的SCFAs浓度。

3.1流变特性

笔者基于二元混合物的流变学，利用连续流动和动态振荡流变学，评价了MUC（黏蛋白）和FUC之间的相互作用。根据图4所示的定性分析发现FUC比MUC更不紧凑和稳定，受流动行为和时间的影响更小。随着剪切速率的增加，溶液的粘度降低，这可能是由于聚合物链逐渐与流动方向解缠或排列，聚合物链网丢失导致。

加入n -乙基马来酰亚胺(NEM)、尿素(U)和TW20形成含有阻断剂的聚合物分散体，用来深入了解FUC以及MUC在粘附过程中的超分子相互作用。结果表明PH=7时，添加了0剪切速率的阻断剂后，MUC-FUC-NEM的粘度显著降低，而且所有聚合物溶液的剪切应力均有下降，以上结果反映了聚合物分子间松散的纠缠的不同，表明在模拟肠道环境中，MUC和FUC之间存在复杂的相互作用。

图4. 聚合物分散体(FUC, MUC和MUC-FUC) (A, B)和MUC-FUC阻滞剂(NEM, Tween 20和尿素)(C, D)在pH=3和pH=7时的流动曲线。

3.2扫描电镜形态观察

电镜结果发现，酸性条件下（模拟胃环境），FUC及MUC均为片状而MUC-FUC混合物表现出多孔结构。说明酸性环境下FUC与MUC相互作用有限，这与流变学分析结果一致。中性条件时，多糖的表观形态由片状逐渐变为多孔，形成疏松的网状结构。这可能是由于较高的负电荷密度导致链之间的距离较远，从而促进了结构的可扩展性和亲水性。此外，在肠道环境中观察到MUC-FUC存在三维纠缠和相互连接的网络，表明MUC与FUC之间存在有效的相互作用。